RNA病毒触发信号通路
图：RIG-I通过检测具有5 '三磷酸末端的短dsRNAs来识别RNA病毒。MDA5通过检测长dsRNAs来识别RNA病毒。LGP2正向调控RIG-I和MDA5介导的病毒识别。泛素连接酶TRIM25正调控RIG-I的激活，RNF125负调控RIG-I的激活。RIG-I和MDA5通过CARD域与IPS-1交互。IPS-1激活下游信号蛋白TRAF3、TBK1/IKK-i和IRF3/IRF7诱导I型ifn。同时，IPS-1信号通路通过TRADD、FADD和caspase-8/-10诱导NF-κB核转位。caspase-8/-10的裂解片段可激活NF-κB。
背景
病毒感染细胞，激活先天免疫信号。先天免疫诱导I型干扰素的产生和炎症反应来清除细胞中的病毒。病毒分为DNA病毒和RNA病毒。DNA病毒被TLRs (toll样受体)和cGAS(环GMP-AMP合成酶)识别。另一方面，RNA病毒被RLRs (RIG-I样受体)识别，如RIG-I, MDA5和LGP2。TLRs和RLRs都属于模式识别受体(PRRs)。由这些PRRs触发的先天免疫信号导致炎症介质的转录表达，协调病原体和受感染细胞的消除。
RNA病毒的核酸是单链RNA (ssRNA)或双链RNA (dsRNA)。许多人类疾病都是由RNA病毒引起的，包括流感、普通感冒、丙型肝炎、非典、埃博拉出血热、西尼罗河热、小儿麻痹症等。机体通过抗病毒反应杀灭病毒和预防疾病具有重要意义。先天免疫是抗病毒反应中最关键的过程。
RIG-I、MDA5(黑色素瘤分化相关基因5)和LGP2都属于RLR (RIG-I样受体)家族。RLR家族蛋白由一个c端调控结构域、一个中央DEAD box解旋酶/ atp酶结构域和两个卡(n端caspase招募结构域)组成。它们识别基因组RNA，如dsRNA病毒或由ssRNA病毒的复制中间体产生的dsRNA。RLRs定位在细胞质中。病毒感染或I型干扰素刺激可显著增强RLRs的表达。
RIG-I缺陷细胞，如cdc和小鼠成纤维细胞，不能有效地产生I型ifn和炎症细胞因子，以应对许多RNA病毒。这些RNA病毒包括仙台病毒(SeV)、水泡性口炎病毒(VSV)、日本脑炎病毒(JEV)、新城疫病毒(NDV)、流感病毒等。
相反，MDA5缺陷细胞对上述RNA病毒反应正常。然而，MDA5缺陷细胞缺乏对一些小核糖核酸病毒科的IFN反应，如孟戈病毒、泰勒氏病毒和脑心肌炎病毒(EMCV)，而RIG-I-/-细胞不缺乏。
RIG-I和MDA5对于识别登革病毒和西尼罗河病毒都不是必需的，而RIG-I对于识别丙型肝炎病毒(HCV)是必需的。呼肠孤病毒是一种双链节段RNA病毒，主要通过MDA5促进IFN的产生。然而，RIG-I或MDA5的缺失都完全减少了IFN的产生，这表明RIG-I和MDA5对于识别呼肠孤病毒都是必不可少的。RNA病毒感染RIG-I-/- mda5 -/- mef(小鼠胚胎成纤维细胞)不能产生I型ifn。这意味着RIG-I和MDA5对于诱导I型IFN的产生以响应RNA病毒都是必要和充分的。
RNA病毒信号通路的识别
短的dsRNA(最多1 kb)可被RIG-I识别，I型IFN诱导活性因其5 '三磷酸的存在而大大增强。我们假设RIG-I配体是体外产生的5 '三磷酸ssRNA。然而，化学合成的5 '三磷酸ssRNA并不能刺激RIG-I，这意味着RIG-I的激活需要双链RNA。对于长度最小为19~21mer，末端为5’三磷酸的dsRNA，可强烈诱导I型IFNs。此外，合成的没有5 '磷酸末端或有5 '单磷酸末端的dsRNAs也能激活RIG-I。这表明5 '三磷酸末端并不总是激活RIG-I所必需的，但I型ifn的产生量低于具有5 '三磷酸末端的dsRNA。
dsRNA的存在对RIG-I识别至关重要。例如，VSV感染的细胞可以产生dsRNA，当产生的dsRNA被破坏时IFN-b诱导活性会降低。VSV感染产生的dsRNA片段约为2~2.5 kb，长度远短于VSV基因组RNA。vsv感染细胞产生DI(缺陷干扰)颗粒，DI颗粒大小约为2.2 kb。因此，VSV感染产生的dsRNA片段可能来源于DI颗粒。然而，这一假设需要进一步的研究来证实。我们知道DI颗粒在VSV感染细胞中强烈诱导I型IFNs, RIG-I必须在检测DI颗粒中dsRNA的存在中发挥重要作用。相反，在流感病毒感染的细胞中很难检测到dsRNA。流感病毒基因组RNA丢失后，经过磷酸酶处理去除干扰素，是诱导干扰素的活性。因此，我们推测RIG-I识别流感病毒的5 '三磷酸末端是必要的。
与RIG-I不同，MDA5检测长dsRNA(大于2 kb)，如poly I:C。MDA5-/-小鼠在体内对poly I:C刺激表现出强烈的I型ifn的减少，而IL-12则没有。Poly I:C通过dsrna特异性核酸酶切断Poly I:C的长度，从MDA5配体变成RIG-I配体。这表明长而不是短的dsRNA可以被MDA5识别。
RLR家族的另一个成员LGP2缺乏CARD结构域。体外研究表明LGP2是RIG-I和MDA5信号通路的负调控因子。LGP2能分离dsRNA，抑制RIG-I构象变化。然而，LGP2-/-小鼠的体内研究表明，LGP2正调控RIG-I和MDA5介导的I型IFN的产生。然而，在合成RNA刺激后，LGP2对于I型IFN的产生是可有可无的。
RLRs家族的c端调控域(C-terminal regulatory domain, RD)用于与dsRNAs的结合。近期研究表明RIG-I和LGP2的RD具有较大的基面，可形成RNA结合环。dsRNA的末端与RNA结合环结合。但MDA5 c端RD不同于RIG-I和LGP2。MDA5 RD也具有较大的基面，但不会形成RNA结合环。因此，MDA5的RNA结合活性远弱于RIG-I和LGP2。RLRs的DExD/H解旋酶结构域催化ATP诱导I型IFN的产生。
RNA病毒触发IPS-1下游信号通路
RLR信号的激活需要RIG-I构象修饰。RIG-I共合成可由泛素化调节。k63连接的RIG-I多泛素化由E3泛素连接酶RNF135和TRIM25介导。
RLRs适配器IPS-1 (ifn -b启动子刺激器1)，又称MAVS或VISA，具有n端CARD-domain。card域与rlr的卡相互作用触发信号轴。IPS-1位于线粒体膜上。当它被HCV NS3/4A蛋白酶从线粒体切割时，RLR信号活性将消失。NOD9被报道为IPS-1的抑制剂，属于NLR家族成员，位于线粒体上，但最近的研究表明NOD9负责活性氧的产生。因此，NOD9与RLR信号通路的关系有待进一步研究。IPS-1激活下游蛋白TRAF3和TRADD。TRAF3激活IKK-i/TBK1 (TANK-binding kinase 1)，然后TBK1二聚并向下游蛋白IRF3(干扰素调节因子3)和IRF7(干扰素调节因子7)传递信号，IRF3和IRF7被磷酸化进入细胞核，诱导I型干扰素的产生。另一种信号由TRADD和FADD激活。TRADD和FADD传递信号导致caspase-8/-10的裂解。这一过程通过激活NF-κB来诱导细胞因子的产生。TRIF和IPS-1信号通路均调控IFN的产生和IFN诱导基因的表达。
I型ifn的表达通过NF-κB、IRF3和IRF7的激活进行调控。在这些因子中，IRF3和IRF7在病毒感染时被激活，主要诱导I型ifn的产生。相反，NF-κB在刺激下被激活，调节炎症的表达，它们还参与诱导I型IFNs的产生，与IRF3和IRF7相互作用。
参考文献
1. Takeuchi, O., and Akira, S. (2009). Innate immunity to virus infection. Immunol. Rev. 227, 75–86.
2. Yoneyama, M., and Fujita, T. (2008). Structural mechanism of RNA recognition by the RIG-I-like receptors. Immunity 29, 178–181.
3. Kato, H., Takeuchi, O., Sato, S., Yoneyama, M., Yamamoto, M., Matsui, K., Uematsu, S., Jung, A., Kawai, T., Ishii, K.J., et al. (2006). Differential roles of MDA5 and RIG-I helicases in the recognition of RNA viruses. Nature 441, 101–105.
4. Kato, H., Takeuchi, O., Mikamo-Satoh, E., Hirai, R., Kawai, T., Matsushita, K., Hiiragi, A., Dermody, T.S., Fujita, T., and Akira, S. (2008). Length-dependent recognition of double-stranded ribonucleic acids by retinoic acid-inducible gene-I and melanoma differentiation-associated gene 5. J. Exp. Med. 205, 1601–1610.
5. Sumpter, R., Jr., Loo, Y.M., Foy, E., Li, K., Yoneyama, M., Fujita, T., Lemon, S.M., and Gale, M., Jr. (2005). Regulating intracellular antiviral defense and permissiveness to hepatitis C virus RNA replication through a cellular RNA helicase, RIG-I. J. Virol. 79, 2689–2699.
6. Hornung, V., Ellegast, J., Kim, S., Brzozka, K., Jung, A., Kato, H., Poeck, H., Akira, S., Conzelmann, K.K., Schlee, M., et al. (2006). 50-Triphosphate RNA is the ligand for RIG-I. Science 314, 994–997.
7. Pichlmair, A., Schulz, O., Tan, C.P., Naslund, T.I., Liljestrom, P., Weber, F., and Reis e Sousa, C. (2006). RIG-I-mediated antiviral responses to single-stranded RNA bearing 50-phosphates. Science 314, 997–1001.
8. Takahasi, K., Yoneyama, M., Nishihori, T., Hirai, R., Kumeta, H., Narita, R., Gale, M., Jr., Inagaki, F., and Fujita, T. (2008). Nonself RNA-sensing mechanism of RIG-I helicase and activation of antiviral immune responses. Mol. Cell 29, 428–440.
9. Pattnaik, A.K., Ball, L.A., LeGrone, A., and Wertz, G.W. (1995). The termini of VSV DI particle RNAs are sufficient to signal RNA encapsidation, replication, and budding to generate infectious particles. Virology 206, 760–764.
10. Hsu, M.T., Parvin, J.D., Gupta, S., Krystal, M., and Palese, P. (1987). Genomic RNAs of influenza viruses are held in a circular conformation in virions and in infected cells by a terminal panhandle. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 84, 8140–8144.
11. Rothenfusser, S., Goutagny, N., DiPerna, G., Gong, M., Monks, B.G., Schoenemeyer, A., Yamamoto, M., Akira, S., and Fitzgerald, K.A. (2005). The RNA helicase Lgp2 inhibits TLR-independent sensing of viral replication by retinoic acid-inducible gene-I. J. Immunol. 175, 5260–5268.
12. Satoh, S., Kato, H., Kumagai, Y., Yoneyama, M., Sato, S., Matsushita, K., Tsujimura, T., Fujita, T., Akira, S., and Takeuchi, O. (2010). LGP2 is a positive regulator of RIG-I- and MDA5-mediated antiviral responses. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 107, 1512–1517.
13. Cui, S., Eisenacher, K., Kirchhofer, A., Brzozka, K., Lammens, A., Lammens, K., Fujita, T., Conzelmann, K.K., Krug, A., and Hopfner, K.P. (2008). The C-terminal regulatory domain is the RNA 50-triphosphate sensor of RIG-I. Mol. Cell 29, 169–179.
14. Gack, M.U., Shin, Y.C., Joo, C.H., Urano, T., Liang, C., Sun, L., Takeuchi, O., Akira, S., Chen, Z., Inoue, S., and Jung, J.U. (2007). TRIM25 RING-finger E3 ubiquitin ligase is essential for RIG-I-mediated antiviral activity. Nature 446, 916–920.
15. Kawai, T., and Akira, S. (2006). Innate immune recognition of viral infection. Nat. Immunol. 7, 131–137.
16. Arnoult, D., Soares, F., Tattoli, I., Castanier, C., Philpott, D.J., and Girardin, S.E. (2009). An N-terminal addressing sequence targets NLRX1 to the mitochondrial matrix. J. Cell Sci. 122, 3161–3168.